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Práctico 1: Microscopio óptico.

Nombre:……………………………. Grupo:………… Subgrupo:……….. Fecha:…………… Nota:……………..

LABORATORIO DE BIOLOGÍA         Prof: Wilder Rodríguez

PRÁCTICO Nº 1.    MICROSCOPIO

Objetivos: Distinguir los distintos tipos de microscopios. Conocer las partes del microscopio óptico y dominar su manejo.

Materiales: microscopios ópticos, fotos de microscopio electrónico de transmisión y de barrido, fotomicrografías ópticas, electrónicas de transmisión y de barrido. Porta y cubre objetos, papel escrito, tijera y preparaciones histológicas.

Requisitos: para aprovechar correctamente este práctico deberás ser capaz de responder lo siguiente:

Ø  Qué diferencias establece entre aumento y poder de resolución de un microscopio?

Ø  Qué equivalencia con el milímetro tiene la micra, el nanómetro y el Ángstrom?

Ø  Cuántos tipos de microscopios conoce y qué los diferencia?

Ø  Cuáles son las partes de un microscopio óptico?

Ø  Cómo se ilumina y se enfoca un microscopio óptico?

Ø  Qué es un portaobjetos, un cubreobjetos y  los colorantes?

ACTIVIDAD:

1)      Distintos tipos de microscopios y sus diferencias. Medidas en microscopía óptica y electrónica. Observa fotomicrografías ópticas y electrónicas y establece las diferencias, empleando los conceptos de aumento y poder de resolución.

2)      Partes del microscopio óptico. Observa y señala en tu esquema el aparato óptico, el mecánico y de iluminación. Observa y señala en tu esquema las partes del aparato óptico: lentes oculares y objetivos y establece sus diferencias. Calcula el mayor aumento que puedes lograr con el microscopio que tienes delante. Observa y señala en tu esquema las partes del aparato mecánico:  tubo, cremallera, tornillo macrométrico, tornillo micrométrico, pie, brazo, revólver porta objetivos y platina. Observa en tu esquema las partes del aparato de  iluminación: espejo cóncavo y plano, diafragma y condensador.

3)      Manejo del microscopio óptico: Iluminación: mueve el espejo cóncavo si usas la luz artificial, hasta que la luz aparezca en el orificio de la platina. Coloca el ojo en el ocular, y sigue moviendo el espejo hasta que todo el campo del microscopio quede iluminado en forma pareja. Enfoque: recorta una letra a, r, e y colócala entre porta y cubreobjeto. Coloca el preparado en la platina y sujétalo con las pinzas. Pon el objetivo de menor aumento, y mirando por fuera, baja la lente con el tornillo macrométrico hasta que toque el preparado o sientas el tope. Pon el ojo en el ocular y con el mismo tornillo levanta la lente hasta que encuentres la imagen. Acomódala a tu vista con el tornillo micrométrico. Busca la parte del preparado que deseas mirar a mayor aumento, colócala en el centro del campo y gira el revólver porta objetivos hasta ubicar el de mayor aumento. Acomoda la imagen con el micrométrico. Anota como observas la imagen y calcula el aumento con que la miras.

4)      Cuidados del microscopio óptico:

- toma el microscopio con las dos manos, una en el brazo y la otra debajo del pie.

- procura mantener las lentes limpias usando papel lente u hojillas para armar cigarros.

- mantén la platina siempre seca y limpia por medio de un trapito que no deje pelusa.

- cuando no uses el microscopio, guárdalo en su caja o cúbrelo con un protector.-

Construcción de un terrario para cría de renacuajos en el laboratorio

Terrario:

Para criar los renacuajos, un pequeño terrario, con algunas plantas acuáticas entre las cuales los renacuajos se puedan esconder y alimentarse de ellas, y un filtro de acuario (protegido para que no aspire los renacuajos, por ejemplo con una red fina) será suficiente. También el acuaterrario debe disponer de una buena ventilación, con una rejilla o malla de mosquitera en la parte superior. Para que la humedad no sea excesiva y se produzca condensación de agua en los cristales y la vista del interior del recipiente sea óptima, lo que nos permitirá seguir paso a paso el proceso de metamorfosis.

Alimentación:

La alimentación de los renacuajos puede basarse en verduras cocidas, alimento en escamas para peces, algas etc. Pasadas unas 4 semanas, los renacuajos han desarrollado ya todas las extremidades, y hay que colocar en el acuario de cría una parte terrestres fácilmente accesible, con rampas, para evitar ahogamientos. Después de la metamorfosis, ya podrán alimentarse de pequeños invertebrados, como Drosophilas, microgrillos, colémbolos y similares, hasta que alcanzan el tamaño de adultos.

Una vez alcancen el tamaño adulto el tamaño del acuaterrario estará en función del número de ejemplares que deseemos tener. Un terrario de 70cms. x 30cms. x 30cms. (largo x ancho x alto) serviría para un grupo de 4 o 5 ejemplares, uno de 90cms. x 38cms. x 38 cms. servirá para 7 u 8. El acuaterrario deberá tener una parte terrestre y una parte acuática. La parte terrestre ocupará la mitad del terrario y estará formada por un sustrato a base de tierra de jardín (sin productos químicos), turba o fibra de coco. También puede utilizarse un pedazo de plancha de poliuretano o unas cuantas rocas bien fijadas para evitar desmoronamientos. Podemos colocar también en esta parte troncos, corchos, musgo y algunas plantas como Photus, filodendros, Maranthas, y bromelias como las Vriesea y Guzmania, así como las Aechmea que sirven como refugio a los anfibios y ayudan a mantener la humedad ambiente. Nos resultará de mayor utilidad el empleo de macetas para facilitarnos la limpieza del terrario.

La parte acuática no es necesario que tenga mucha profundidad, con unos 2 o 3 cm. es suficiente. Lo que sí deberemos hacer es facilitar la salida del agua colocando algún tronco, piedra o rama. Es mejor no poner ningún tipo de sustrato en la parte acuática para facilitar la limpieza y además no ensuciar el agua, pero esto no quita el poder colocar plantas acuáticas, como Elodea, musgo de Java, nenúfares, etc.

Podemos colocar al lado de la parte terrestre pedazos de corcho o musgo para evitar que el sustrato (de la zona terrestre) no caiga en la parte acuática.

Temperatura:

La temperatura ideal es de 24 o 25º pudiendo descender un poco por la noche. Para garantizar una elevada humedad constante (90%) es conveniente instalar un sistema de lluvia, aunque admite bajadas puntuales de hasta un 60%, para lo que bastará pulverizar agua dos o tres veces al día por todo el terrario.

Iluminación:

La iluminación es imprescindible para la vegetación en caso de que en el terrario la haya, ya que la mantiene viva y además también es de gran utilidad para recrear un ritmo de día y de noche en nuestros animales. Estos últimos tendrían suficiente con la claridad procedente de alguna ventana, pero esto sería insuficiente para las plantas, de modo que un fluorescente nos solucionará el problema.

Si el terrario es exterior (no en nuestro caso ya que se instalará en el laboratorio) con la propia iluminación que proporcionará el sol natural ya servirá y además es mejor para el desarrollo de nuestros animales, aunque debemos evitar que reciban el sol directamente sin que el sapo pueda esconderse. Es vital que siempre haya sombra para que los pequeños sapitos puedan refugiarse, o de lo contrario morirán.

Lo recomendable es que el período de luz sea en verano de 12 a14 horas y en invierno de 8 a 10.

Como diseñar un acuario

La construcción de un acuario puede ser muy variable en cuanto a materiales y diseños.

El recipiente
- Tamaño: El acuario, cuanto más grande, es más saludable ya que el ecosistema que se creará en él será mucho más estable cuanto mayor sea el volumen de agua. Son mucho más sencillos de mantener los acuarios grandes que los pequeños.
- Forma: Hay formas muy bonitas, algunas más modernas y originales pero en general cuanto más largo y ancho (en lugar de alto y estrecho), mejor. Es interesante que tenga gran superficie de contacto con el aire, para que el agua se oxigene mejor.
Es recomendable que lleve tapa incorporada. Una cubierta bonita a juego con el recipiente (que lleva el fluorescente incorporado) y sobre la que podemos colocar incluso algún adorno (pequeño jarrón, portarretratos...) tiene dos interesantes funciones:
- evita la evaporación de mucha cantidad de agua
- evita que los peces salten fuera del agua, problema por desgracia muy frecuente si no encuentran obstáculos
El filtro
El filtro es el elemento encargado de retener, degradar y eliminar las impurezas y deshechos que se van acumulando y disolviendo en el agua mediante una bomba de succión, que obliga a ésta a circular a través de diversos materiales filtrantes (esponja, carbón, lana de perlón, materiales cerámicos, turba, etc.) y en los que los restos orgánicos y detritus quedan atrapados. A continuación el agua, limpia ya de materiales en suspensión, vuelve al acuario manteniendo los parámetros bioquímicos del pequeño ecosistema en unas condiciones estables.
En el mercado se dispone de gran variedad de marcas y modelos, cada uno de ellos con sus ventajas e inconvenientes. A la hora de la elección deberemos tener en cuenta la capacidad del acuario, los tipos de peces que en él vamos a alojar, nuestro presupuesto y la opinión de un profesional que nos aconseje del tipo más idóneo.
Existen varios tipos de filtros: de mochila, de fondo, exteriores, seco-húmedos, pero en nuestro caso lo más recomendable es el uso de filtros interiores, colocados dentro del acuario (sumergidos totalmente), nos proporcionan una buena calidad de agua y son cómodos a la hora de limpiar, aunque el espacio interior para alojar en él materiales filtrantes es limitado. Es probablemente el sistema más popular, empleado sobre todo en pequeños acuarios que no superan los 100 litros. Para los de capacidad superior a 120 litros no resulta la opción más recomendable.
La luz
Para la iluminación utilizaremos lámparas, habitualmente reguladas por un temporizador ajustado de una decena de horas a una docena de horas por día. El mejor método es utilizar lámparas fluorescentes hortícolas u otras lámparas especiales adaptadas a las necesidades de las plantas tanto en calidad como en cantidad
Aireación
No es un artículo de primera necesidad, pero sí un complemento recomendable. Se utiliza para, por medio de un pequeño compresor conectado a piedras difusoras (con distintas formas y tamaños, según gustos), introducir aire en puntos concretos del acuario. Además de la oxigenación tienen una gran función estética.

Instalación del acuario
Tras decidir el emplazamiento exacto y colocarlo sobre alguna mesa suficientemente robusta para soportar el peso que pueda llegar a alcanzar, procedemos:
a) Colocamos una base de piedras, previamente lavadas, en el fondo (disponemos en tiendas especializadas de multitud de colores, formas y tamaños de gravas para acuarios). Mezclado con la grava es recomendable poner abono para plantas naturales. Aun en el caso de que hubiéramos decidido no poner plantas naturales, siempre podemos cambiar de opinión más adelante y resulta más engorroso añadirlo después. Toda la base tendrá un espesor mínimo de unos 5 ó 6 centímetros. Si hemos decidido emplear un filtro de fondo, las placas serán colocadas bajo esa base de piedras.
b) Parte de la decoración elegida puede ser interesante ponerla a continuación (por ejemplo: rocas de mucho volumen).
c) Llenamos buena parte del recipiente con agua de la canilla (dos tercios del volumen total) e introducimos el resto de la decoración según nuestros gustos (hay muchas posibilidades entre las que elegir, fondos de acuario, rocas, grutas, plantas naturales o artificiales y figuras ornamentales. Lo normal es que intentemos esconder o disimular los aparatos eléctricos (filtro, tubos del difusor etc.) entre las plantas o tras las rocas.
d) Terminamos de rellenar con agua todo el acuario y añadimos productos que neutralizan el cloro, cloraminas y metales pesados (sustancias nocivas para los peces).
e) Por último debemos poner filtro, calentador e incluso iluminación en funcionamiento y esperar un mínimo de 24 horas antes de añadir los peces de agua fría (y un mínimo de una semana si vamos a poner peces tropicales). Mientras tanto iremos añadiendo productos acondicionadores del agua e iremos analizando ciertos parámetros fundamentales para el equilibrio del ecosistema.
Las plantas de acuario
Inconvenientes
1.- Nos exigen dedicar más tiempo al acuario: hay que observarlas atentamente, vigilar por si vemos que enferman, si son parasitadas y diariamente eliminar los restos de hojas que pierden y se estropean.
2.- Resultan algo caras, ya que, aunque se regeneran bastante, crezcan y algunas se repueblen muy bien, es normal que poco a poco vayan muriendo y tengamos que adquirir nuevas de vez en cuando.
Ventajas
- Indiscutible elemento decorativo.
- Mejoran la calidad del agua y ayudan a mantenerla en perfectas condiciones constituyendo una auténtica depuradora-biológica-natural: descomponen las sustancias orgánicas, eliminan ciertos gérmenes patógenos y sustancias tóxicas, impiden el crecimiento de las algas, son refugio y lugar de desove para los peces y algunas incluso producen antibióticos.
Puede haber más de cien especies de plantas disponibles en las tiendas, la mayoría “palustres”, es decir, que pueden vivir en las riberas de los ríos y estanques y por tanto desarrollarse bien tanto sumergidas por completo como con zonas fuera del agua siempre que la disponibilidad hídrica sea muy elevada.
Plantas de acuario más usuales
- Para primer y segundos planos: Anubias, Echinodorus, Cryptocoryne y Aponogeton
- Plantas de tallo: crecen bastante por lo que tienen que colocarse hacia el fondo: Cabombas, Hygrophilas, Ludwigias, Vallisneria asiática etc.
- Plantas flotantes: sólo interesan en caso de acuarios abiertos, no tienen sentido en los tapados (Pistia, Riccia, Wolffia...)

Primeros auxilios en el laboratorio

PRIMEROS AUXILIOS EN EL LABORATORIO

1. Generalidades

2. Botiquín

3. Actuaciones en caso de producirse corrosiones en la piel

4. Actuaciones en caso de producirse corrosiones en los ojos

5. Actuación en caso de ingestión de productos químicos

6. Actuación en caso de inhalación de productos químicos

1. Generalidades

Los accidentes personales que generalmente se producen en los laboratorios son los comunes a todo tipo de trabajo, golpes, torceduras, heridas, quemaduras, etc., y los "químicos" derivados de los propios procesos que se llevan a cabo.

Para no exceder los límites del presente folleto, orillamos los primeros, por ser generales y hallarse descritos en todos los manuales de seguridad, para ahondar en los propiamente químicos en sus versiones más comunes, como son, corrosiones en la piel, corrosiones en los ojos y envenenamiento.

Es obvio que la primera actuación en caso de accidente será el REQUERIMIENTO URGENTE DE ATENCION MEDICA, indicando cuantos detalles conciernan al mismo y si se trata de una agresión química, mostrándole, si es posible, la etiqueta del producto causante. Sólo en casos en que la asistencia del facultativo no sea inmediata, podrán seguirse las instrucciones descritas a continuación y en concepto de PRIMEROS AUXILIOS, tras los cuales será necesaria la asistencia médica.

2. Botiquín

El botiquín a mantener en cada laboratorio debe responder a las necesidades del propio centro de trabajo. Es evidente que un laboratorio aislado precisara de un botiquín más ampliamente dotado que otro inserto en un centro de trabajo mayor y presumiblemente mejor abastecido.

Independientemente de su emplazamiento, reseñamos aquí el contenido del botiquín, material, productos y preparados que para la atención de agresiones químicas se citan en los siguientes apartados y omitimos los productos habituales de primeras curas, como alcohol etílico 96º, agua oxigenada 10 vol., etc. dejándolo a criterio del jefe de laboratorio que a este respecto proveerá de lo que estime oportuno.

Suele ocurrir que los botiquines, se llenan de preparados y de material, que poco a poco van perdiendo su eficacia a causa de la falta de atención y seguimiento del mismo. Por ello consideramos de interés recordar el capítulo anterior en que se indica la conveniencia de responzabilizar a una persona del cuidado de los elementos de protección y muy particularmente del botiquín.

Contenido del Botiquín

MATERIAL Algodón hidrófilo ................................................. Bañeras oculares (preferiblemente de vidrio) ..... Caja Linitul grande .............................................. Cartón ondulado ................................................. Cucharilla tipo postre (puede ser de plástico)..... Dediles de goma ................................................. Esparadrapo 5 x 1,5 ........................................... Esparadrapo 5 x 2,5 ........................................... Gasas esterilizadas ............................................ Pera de goma nº 12 ........................................... Pinzas ................................................................ Tijeras curvas ..................................................... Tiritas 25 x 6 ....................................................... Tiritas surtidas .................................................... Vendas 5 x 5 ....................................................... Vendas 10 x 10 ...................................................

CANTIDAD (500 g.) (4) (1) (6) (surtido) (3) (3) (2 cajas) (2) (1) (1) (2 cajas) (2 cajas) (7) (6)

PRODUCTOS Aceite de oliva puro Acido tánico Almidón iso‑Amilo nitrito Amonio acetato Amonio hidróxido 20% (en NH3) Betadine (solución dérmica) Carbón activo polvo Glicerina Magnesio óxido Magnesio sulfato 7‑hidrato Sodio bicarbonato Sodio cloruro Sodio sulfato10‑hidrato Sodio tiosulfato 5‑hidrato Sulfamida en polvo PREPARADOS Acido acético solución al 1 % Acido bórico solución al 1 % Acido bórico solución saturada Antídoto Universal: Carbón activo (2 partes) + Magnesio óxido (1 parte) + Acido tánico (1 parte) Calcio cloruro anhidro solución al 1 % Agua de cal (calcio hidróxido solución saturada) Lechada de magnesia (20‑30 g. óxido de magnesio + 300 ml. de agua) Linimento óleo‑calcáreo o similar[1] Magnesio sulfato 7‑hidrato Pomada de ácido tánico o Pomada Aviril Potasio permanganato solución al 0,1 % Sodio bicarbonato solución al 1 %

3. Actuación en caso de producirse corrosiones en la piel

3.1. POR ÁCIDOS

1. Cortar lo más rápidamente posible la ropa empapada por el ácido.
2. Echar abundante agua a la parte afectada.
3. Neutralizar la acidez de la piel con sodio bicarbonato durante 15 o 20 minutos. Quitar el exceso de pasta, secar y cubrir la piel con linimento óleo‑calcáreo o similar.

3.2. POR ACIDO FLUORHIDRICO

1. Frotar inmediatamente la piel con agua hasta que la blancura desaparezca. (Prestar atención particular a la piel debajo de las uñas).
2. Después, efectuar una inmersión de la parte afectada o tratar con compresas empapadas de magnesio sulfato 7‑hidrato (solución saturada) enfriada con hielo, durante un mínimo de 30 minutos. Si el médico no ha llegado aún, aplíquese cantidad abundante de una pasta preparada con magnesio óxido y glicerina.

3.3. POR ÁLCALIS

1. Aplicar agua abundante y aclarar con ácido bórico solución saturada o ácido acético solución al 1 %. Secar.
2. Cubrir la parte afectada con pomada de ácido tánico.

3.4. POR HALOGENOS

1. Echarse inmediatamente un chorro de amonio hidróxido 20%.
2. Seguidamente lavarse con agua. Secarse y finalmente poner linimento óleo‑calcáreo o similar.

3.5. POR SUSTANCIAS REDUCTORAS

1. Aplicar una compresa de potasio permanganato solución al 0, 1 % . Secar.
2. Espolvorear con sulfamida en polvo y vendar.

3.6. POR OTROS PRODUCTOS QUIMICOS

Echar agua abundante en la parte afectada y lavar bien con agua y jabón.

4. ACTUACIÓN en caso de producirse Corrosiones en los Ojos

4.1. POR ACIDOS Y POR HALOGENOS

1. Inmediatamente después del accidente irrigar los dos ojos con grandes cantidades de agua templada a ser posible, bien a chorro o con ayuda de una pera de goma grande (del nº 12).
2. Mantener los ojos abiertos. Si es necesario, cogiendo los párpados y estirándolos hacia el exterior, manteniéndolos separados de tal modo que el agua penetre debajo de los párpados. Continuar con la irrigación por lo menos durante 15 minutos.
3. A continuación lavar los ojos con sodio bicarbonato solución al 1 % con ayuda de la bañera ocular, renovando la solución un par o tres de veces, dejando por último en contacto durante cinco minutos.
4. Finalmente, verter en cada ojo una gota de aceite de oliva puro.

4.2. POR ALCALIS

1. Inmediatamente después del accidente irrigar los dos ojos con grandes cantidades de agua templada a ser posible, bien a chorro o con ayuda de una pera de goma grande (del nº 12).

2. Mantener los ojos abiertos. Si es necesario, cogiendo los párpados y estirándolos hacia el exterior, manteniéndolos separados de tal modo que el agua penetre debajo de los párpados. Continuar la irrigación por lo menos durante 15 minutos.

3. A continuación lavar los ojos con ácido bórico solución al 1 % con ayuda de la bañera ocular, renovando la solución un par o tres de veces, dejando por último en contacto durante cinco minutos.
4. Finalmente, verter en cada ojo una gota de aceite de oliva puro.

4.3. POR OTROS PRODUCTOS QUIMICOS

1. Inmediatamente después del accidente irrigar los dos ojos con grandes cantidades de agua templada a ser posible, bien a chorro o con ayuda de una pera de goma grande (del nº 12).

2. Mantener los ojos abiertos. Si es necesario, cogiendo los párpados y estirándolos hacia el exterior, manteniéndolos separados de tal modo que el agua penetre debajo de los párpados. Continuar con la irrigación por lo menos durante 15 minutos.

3. Finalmente, verter en cada ojo, una gota de aceite de oliva puro.

5. Actuación en caso de Ingestión de Productos Químicos

Antes de cualquier actuación concreta:

1. REQUERIMIENTO URGENTE DE ATENCION MEDICA.
2. Retirar el agente nocivo del contacto con el paciente.
3. Si el paciente se encuentra inconsciente ponerlo en posición inclinada, con la cabeza de lado y sacarle la lengua hacia adelante.

· No darle a ingerir nada por la boca ni inducirlo al vómito.

· Mantenerlo caliente (taparlo con una manta).

4. Si el paciente está consciente, mantenerlo caliente (taparlo con una manta) y recostado.

5. Estar preparado para practicar la respiración artificial boca a boca.
6. No dejarlo jamás solo.

7. No dar coñac ni bebida alcohólica precipitadamente sin conocer la identidad del veneno. El alcohol en la mayoría de veces aumenta la absorción de algunos venenos.

8. Obtener atención médica tan pronto como sea posible.

5.1. ACIDOS CORROSIVOS

1. No provocar jamás el vómito.
2. No dar a ingerir sodio carbonato ni bicarbonato.
3. Administrar lechada de magnesia en grandes cantidades.
4. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.2. ALCALIS CORROSIVOS

1. No provocar jamás el vómito.
2. Administrar abundantes tragos de ácido acético solución al 1%.
3. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.3. ALCOHOL METILICO (metanol)

1. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca de¡ paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
5. Administrar 1 vaso de agua con 2 cucharadas soperas de sodio bicarbonato.

5.4. BROMO

1. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
5. Administrar 15 g de ANTÍDOTO UNIVERSAL[2] en medio vaso de agua templada.
6. Administrar una cucharada de sodio tiosulfato 5‑hidrato en 1 vaso de agua y luego lechada de magnesia, como máximo 30 g en agua.

5.5. CIANUROS, ACIDO CIANHÍDRICO

1. Si el paciente está inconsciente, no darle nunca nada por la boca.
2. Si el paciente está consciente o cuando vuelva en sí, administrarle 1 vaso de agua templada con sal (1 cucharada sopera de sal por vaso de agua).
3. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
4. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
5. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos,
6. Si respira con dificultad practicarle la respiración artificial.
7. Mojar un pañuelo con iso‑amilo nitrito y mantenerlo ligeramente debajo de la nariz durante 15 segundos. Repetir hasta 5 veces estas inhalaciones a intervalos.

5.6. COMPUESTOS DE ANTIMONIO, BISMUTO, CADMIO Y ESTAÑO

1. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
5. Administrar 15 g de ANTÍDOTO UNIVERSAL en medio vaso de agua templada o grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.7. ARSENICO Y SUS COMPUESTOS

1. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca deL paciente hasta tocarle la campanilla.

2. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).

3. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
4. Administrar 1 vaso de agua templada con 2 cucharadas soperas (no más de 30 g) de magnesio sulfato 7‑hidrato o 2 cucharadas soperas de lechada de magnesia (magnesio óxido en agua).

5.8. BARIO Y SUS COMPUESTOS SOLUBLES ENAGUA

1. Administrar 1 vaso de agua templada con 2 cucharadas soperas (no más de 30 g) de magnesio sulfato 7‑hidrato.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
5. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.9. MERCURIO Y SUS COMPUESTOS

1. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
5. Administrar 15 g de ANTIDOTO UNIVERSAL[3] en medio vaso de agua templada.
6. Administrar 1/4 de litro de leche o 6 claras de huevo después del lavado gástrico.

5.10. PLOMO Y SUS COMPUESTOS

1. Administrar 1 vaso de agua templada con 2 cucharadas soperas (no más de 30 g) de magnesio sulfato 7-hidrato o sodio sulfato 1 0‑hidrato.
2. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
3. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca de¡ paciente hasta tocarle la campanilla.
4. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
5. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
6. Administrar 15 g de ANTIDOTO UNIVERSAL en medio vaso de agua templada.
7. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.11. FENOL, CRESOLES

1. Administrar 1 vaso de agua templada con una cucharada sopera de sal.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
4. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.
5. No dar aceites ni alcohol.

5.12. FORMALDEHIDO (formol)

1. Administrar un vaso lleno de agua que contenga una cucharada sopera colmada de amonio acetato.
2. Provocar el vómito con grandes cantidades de agua templada con sal (1 cucharada sopera de sal por vaso).
3. Repetir 3 veces.
4. Administrar leche o huevos crudos.

5.13. ACIDO OXALICO Y OXALATOS SOLUBLES EN AGUA

1. Administrar un vaso de agua de cal (calcio hidróxido solución saturada) o calcio cloruro solución al 1 %.
2. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
3. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
4. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
5. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
6. Administrar 15 g de ANTIDOTO UNIVERSAL[4] en medio vaso de agua templada.
7. Después de algún tiempo de haber vomitado, administrar medio vaso de agua con 15 a 30 g (no más) de magnesio sulfato 7‑hidrato y dejarlo en el estómago.

5.14. YODO

1. Administrar una cucharada de sodio tiosulfato 5‑hidrato en 1 vaso de agua y luego lechada de magnesia, como máximo 30 g en agua.
2. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
3. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
4. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).
5. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.
6. Administrar 15 g de ANTIDOTO UNIVERSAL en medio vaso de agua templada.
7. Administrar grandes cantidades de leche o claras de huevo batidas con agua.

5.15. INGESTION DE OTROS PRODUCTOS QUÍMICOS O CUANDO NO SE CONOZCA LA IDENTIDAD DE LA SUSTANCIA INGERIDA

1. Administrar de 2 a 4 vasos de agua inmediatamente.
2. Provocar el vómito introduciendo los dedos en la boca del paciente hasta tocarle la campanilla.
3. A cada vómito darle abundantes tragos de agua salada templada (una cucharada sopera de sal por vaso).

4. A cada vómito repetir las tomas de agua salada hasta que los líquidos sean claros. Si es posible guardar la muestra de los vómitos.

5. Administrar 15 g de ANTIDOTO UNIVERSAL en medio vaso de agua templada.

6. Actuación en caso de Inhalación de Productos Químicos

1. Llevar al paciente al aire fresco inmediatamente. Obtener atención médica tan pronto como sea posible.
2. Al primer síntoma de dificultad respiratoria, iniciar la respiración artificial boca a boca. El oxígeno debe ser administrado solamente por personal entrenado.
3. Continuar la respiración artificial boca a boca hasta que el médico lo aconseje.
4. Tratar de identificar el vapor venenoso. Si se trata de cloro, hidrógeno sulfuro, hidrógeno cianuro, fosgeno u otros gases altamente tóxicos, debe usarse el tipo adecuado de máscara para gases durante el tiempo del rescate del accidentado. Si la máscara disponible no es la apropiada, el rescatador debe contener la respiración durante todo el tiempo que esté en contacto con los vapores venenosos.

ANEXO I: Seguridad en el laboratorio

PRECAUCIONES GENERALES

1.- La mesa de trabajo debe tenerse siempre limpia. Al terminar, debe dejarse todo limpio.

2.- Si un mechero no se utiliza debe estar apagado.

3.- Nunca debe dejarse el material al borde de la mesa. Es importante acostumbrarse a trabajar de pie, para evitar posibles accidentes.

4.- Los papeles de filtro usados, los restos de productos químicos sólidos y los trozos de vidrio no deben abandonarse sobre la mesa de trabajo, ni echarse en los desagües, sino en los correspondientes cubos de basura.

5.- Los ácidos deben echarse en los fregaderos de desagüe, teniendo siempre el grifo abierto con el fin de diluirlos. Debe dejarse circular agua abundante y por tiempo prolongado siempre que se vierta un producto líquido corrosivo.

6.- Los productos químicos, una vez sacados de su frasco no deben nunca volver a introducirse en él. Para evitar que sobren excesivas cantidades de reactivo, se procura coger solamente la cantidad necesaria y, si hace falta, se añade un poco más.

7.- En el laboratorio se debe tener siempre el cuaderno de notas. Deben anotarse inmediatamente los datos numéricos, no fiándose nunca de la memoria. Anotar, también, todas las observaciones.

8.- Proteger cuidadosamente los ojos cuando se trabaje con sustancias peligrosas.

9.- Cuando un tapón de vidrio se pega al cuello del frasco, se golpea con un trozo de madera, procurando hacerlo con suavidad. En caso de no lograr separarlos, no insistir más, comunicándolo al profesor.

10.- Para evitar cortes con el material de vidrio, desechar todo utensilio rajado o roto.

11.- Poner especial cuidado al coger con la mano el vidrio caliente: debe dejarse enfriar un tiempo prudencial.

12.- Al calentar un tubo de ensayo, dirigir la boca del tubo hacia el lado en que no haya nadie, para evitar que las posibles proyecciones.

13.- No probar ni tocar los productos químicos con las manos, muchos son venenosos y, en algunos casos, pueden pasar a través de la piel a nuestro organismo con mucha rapidez.

14.- Poner especial cuidado en no respirar vapores tóxicos. Para ello se deben realizar en una campana de gases todos los trabajos que expresamente lo indiquen.

15.- Después de todo trabajo en el laboratorio, deben lavarse bien las manos.

16.- Para percibir los olores, acercar el vapor agitándolo con la mano, nunca directamente.

17.- No emplear cantidades de reactivo mayores que las indicadas, ya que han sido calculadas para la capacidad de los aparatos y vasijas y el tiempo de duración.

18.- Nunca deben mezclarse productos desconocidos y sin indicación expresa del guión de la práctica, ya que puede resultar seriamente peligroso.

19.- Leer dos veces las etiquetas que indican el nombre de los productos, asegurándose de que se trata de la sustancia que debe utilizarse. Leer las indicaciones de peligrosidad antes de abrir cualquier frasco que contenga un producto químico.

20.- En caso de producirse un accidente, debe comunicarse inmediatamente al profesor.

ANEXO II: Material de laboratorio

La mayor parte de los aparatos empleados en un laboratorio de Química son de vidrio; esto es debido a sus características ventajosas, como son fácil limpieza, transparencia, inercia química, capacidad para soportar elevadas temperaturas así como cambios bruscos de ésta. El inconveniente de este tipo de material es su fragilidad, lo que exige un esmerado cuidado en su manejo.

Limpieza del material de vidrio:

La limpieza del material de vidrio es necesaria para evitar la contaminación de reactivos y disoluciones. Una vez utilizado dicho material debe limpiarse; si no es posible hacerse en el momento, debe colocarse en un recipiente destinado a material sucio, conteniendo agua y jabón neutro. Para la perfecta limpieza de recipientes de vidrio (tubos de ensayo, matraces, buretas, ...) es muy útil el uso de escobillas diseñadas para tal fin. Cuando el material está ya limpio, se aclara con abundante agua del grifo y posteriormente con un poco de agua destilada. A continuación se deja secar en posición invertida.

El conjunto del material de laboratorio podemos clasificarlo en los siguientes grupos:

1. Material de laboratorio para medida de volúmenes:

Este tipo de material volumétrico está calibrado y no debe ser calentado, porque puede modificar su precisión.

2. Otro material de vidrio:

Para la realización de operaciones básicas tales como filtración, destilación, desecación, etc., se utiliza una gran variedad de material de vidrio.

3. Otro material de laboratorio:

Además del vidrio, en el laboratorio se emplean utensilios fabricados con materiales como porcelana, madera, hierro y plástico.

---

[1] Preparación: En un frasco de boca ancha bien tapado, mezclar 40 partes de aceite de fino (en su defecto, aceite de oliva) y 60 partes de agua de cal. Agitar fuertemente hasta obtener un liquido de consistencia espesa, homogéneo, blanco amarillento.

[2] ANTÍDOTO UNIVERSAL: Carbón activo (2 partes), magnesio óxido (1 parte), ácido tánico (1 parte).

[3] ANTIDOTO UNIVERSAL: Carbón activo (2 partes), magnesio óxido (1 parte), ácido tánico (1 parte).

[4] ANTIDOTO UNIVERSAL: Carbón activo (2 partes), magnesio óxido (1 parte), ácido tánico (1 parte).

PRÁCTICO: RECONOCIMIENTO DE LA PRESENCIA DE UNA SAL MINERAL: CARBONATO CÁLCICO

Objetivo
- Poner de manifiesto la presencia de sales minerales (CaCO3) en la materia viva.
Agrupamiento y Material
Fundamento
Son muchas las sales minerales que entran a formar parte de la materia viva. Se pueden
encontrar disueltas, en forma de iones, o precipitadas formando estructuras esqueléticas o de
sostén. Este es el caso del carbonato cálcico que forma las conchas y esqueletos de muchos
organismos. Su presencia se puede poner de manifiesto por la efervescencia que producen al
añadir unas gotas de HCl, dicha efervescencia se debe al desprendimiento intenso de dióxido
de carbono.
Método
- Añade unas gotas de ácido clorhídrico a cada una de las muestras situadas en la bandeja.
- Anota los resultados obtenidos.
Resultados

Material	Resultado	Conclusión
Órgano calcáreo	Efervescente con HCl	Contiene carbonatos
Órgano no calcáreo	No efervescencia	No contiene carbonatos
Roca caliza	Efervescente con HCl	Contiene carbonatos
Roca no calcárea	No efervescencia	No contiene carbonatos

¿Podrías explicar por qué se produce un burbujeo al añadir HCl a algunos órganos?
El HCl reacciona con el CaCO3 según la reacción:
2HCl + CaCO3 CaCl2 + CO2 + H2O
El CO2 es un gas que al desprenderse produce la efervescencia.

Observaciones
- Como órganos duros no calcáreos pueden utilizarse los siguientes: insecto coleóptero,
envoltura de huevo de raya, cuerno, etc.
- Como órganos duros calcáreos pueden utilizarse los siguientes: concha de molusco, trozo
de esqueleto de erizo, corales, etc.

Práctico: determinación del porcentaje de agua en la materia viva

Objetivo

- Comprobar que el agua forma parte de la materia viva.

Agrupamiento y Material

Nivel : Bachillerato	Agrupamiento: 2 Alumnos por equipo
Material común: - Balanza eléctrica - Estufa de desecación	Material por equipo: - 4 trozos de papel de aluminio - Placa de Petri - Rotulador - Trozos de: tomate, hígado, carne, hueso, zanahoria, semillas...

Fundamento

El agua entra a formar parte de la materia viva en una proporción importante. Aunque varía

bastante, puede estimarse que, por término medio, representa el 75 % de dicha materia. Al

desecar órganos animales y vegetales eliminamos el agua que forma parte de los mismos,

quedando la materia “ seca”. Por diferencia de peso antes y después de la desecación, podemos

calcular la cantidad de agua contenida en la muestra de materia viva utilizada.

Método

- Toma un trozo de papel de aluminio. Pésalo y anota el resultado en la tabla.

- Coloca sobre este papel un órgano (varias semillas, trozo de carne...). Pésalo y anota el

resultado en la casilla correspondiente.

- Repite las operaciones con los restantes órganos.

- Sitúa todos los órganos sobre la placa de Petri, convenientemente rotulada con el nombre

del grupo e introdúcela en la estufa de desecación.

- Después de varios días, saca la placa, pesa de nuevo cada órgano y anota los resultados.

- Determina el contenido en agua de la siguiente manera:

Peso del material fresco : X

Peso del material seco: Y

Cantidad de agua perdida en la desecación: X – Y = Z

% de agua de la muestra: Z x 100

X

Resultados

Órgano	Peso papel	Peso papel cargado	Peso material fresco (X)	Peso material seco (Y)	% de agua en la muestra

Observaciones

- Al desecar en la estufa los diferentes órganos deben colocarse en papel de aluminio para

evitar que se peguen a la placa de Petri.

- Deben pesarse varias semillas, particularmente si son ligeras como es el caso de las

lentejas, para que la diferencia de peso sea apreciable.

Práctico: disección de un corazón de cerdo

Objetivo

- Estudiar la anatomía externa e interna de un corazón.

Agrupamiento y Material

Nivel: C. Básico/Bachillerato	Agrupamiento: 3 Alumnos por equipo
Material por equipo: - Bandeja de disección - Guantes de goma - Tijeras y pinzas - Corazón de cerdo - Bisturí - Sonda acanalada

A - Estudio de la morfología externa

- Identifica la cara anterior y posterior del corazón. La posterior es la más plana y su parte

inferior más puntiaguda.

- Identifica las aurículas y los ventrículos. Las aurículas están en la parte superior, cada

aurícula está separada de su correspondiente ventrículo por un surco aurículo-ventricular.

En la cara anterior del corazón hay un surco oblicuo que coincide con el tabique interno que

separa los dos ventrículos.

- Observa que todos los vasos sanguíneos están en la parte superior, pero parten de

diferentes puntos. Introduce la sonda por cada uno de ellos y fíjate con qué cavidades

comunican.

Cuestiones

- Pon el nombre de las partes señaladas en el dibujo e identifica cada una de ellas sobre el

corazón que tienes en la bandeja.

- ¿Observas diferencia de tamaño y consistencia entre aurículas y ventrículos? Las aurículas

son muy pequeñas, de paredes finas y elásticas. Los ventrículos son muy grandes, ocupan

casi todo el corazón y son de paredes musculosas.

-¿Observas diferencias de grosor y consistencia entre arterias y venas?

Las arterias son más gruesas y elásticas para resistir la presión de la sangre bombeada

por el corazón. Las venas son vasos sanguíneos de paredes finas y poco elásticas.

-¿A qué cavidades cardiacas llegas si introduces la sonda por la arteria pulmonar, arteria

aorta, venas cavas y venas pulmonares? Si se introduce la sonda por la arteria pulmonar se

llega al ventrículo derecho, por la arteria aorta al izquierdo. Las venas cavas comunican con

la aurícula derecha y las pulmonares con la izquierda.

B – Estudio de la anatomía interna de los ventrículos

- Introduce las tijeras por la arteria pulmonar y

realiza el corte 1 de la figura (sigue la línea

discontinua dibujada por encima del surco

anterior)

- Realiza el corte 2 indicado en la figura, iniciándolo

por la arteria aorta y siguiendo la línea por debajo

del surco anterior.

- Examina el interior de los ventrículos. Localiza,

con ayuda de la sonda, el orificio que comunica

cada una de las aurículas con su correspondiente

ventrículo.

Cuestiones

- En la base de la arteria pulmonar y de la aorta se observan unos repliegues membranosos

con forma de nido o bolsillo. ¿Cómo se llaman y qué función tienen?

Son las válvulas semilunares que permiten el avance de la sangre e impiden el retroceso al

ventrículo.

- Entre las aurículas y los ventrículos hay unos repliegues membranosos con forma de vela

que se fijan mediante fibras tendinosas a unos pilares carnosos o resaltes musculares del

interior de la pared. ¿Cómo se denominan estos repliegues? ¿Qué función tienen?

Son la válvula mitral, entre aurícula izquierda y ventrículo izquierdo, y la válvula tricúspide

entre aurícula y ventrículo derechos. Ambas permiten el paso de la sangre desde las

aurículas a los ventrículos, pero no a la inversa.

- Compara el grosor de la pared de los dos ventrículos. ¿Tiene alguna relación con la función

que desempeñan?

Es más gruesa la pared del ventrículo izquierdo porque envía la sangre a todo el cuerpo, el

ventrículo derecho sólo envía sangre a los pulmones.

- Pon los nombres de las estructuras señaladas.

C – Estudio de la anatomía interna de las aurículas

- Introduciendo las tijeras por las venas cavas, abre para observar el interior de la aurícula

derecha. Repite el proceso con la aurícula izquierda cortando por las venas pulmonares.

Cuestiones

- Compara el grosor de la pared de las aurículas y de los ventrículos. ¿A qué se debe esta

diferencia?

Los ventrículos tienen una pared muy gruesa porque tienen que enviar la sangre a todo el

cuerpo, mientras que las aurículas sólo la envían a los ventrículos.

.

Práctico: estudio y disección de un mejillón

Objetivos
- Estudiar la morfología y anatomía de un molusco.
- Introducir a las técnicas de disección.
Agrupamiento y Material

Nivel: C. Básico/Bachillerato	Agrupamiento: 2 Alumnos por equipo
Material por equipo: - Cubeta de disección - Cuentagotas con agua - Mejillones - Portas y cubres - Tijeras, pinzas y lanceta - Microscopio - Alfileres

A) Estudio de la concha
- Mira la concha con atención. El extremo puntiagudo (umbo) es la parte anterior donde se
sitúa la boca del animal. A partir de aquí y hasta el borde posterior, se observan las
estrías de crecimiento.
- Observa si existe algún animal adherido. En caso afirmativo, trata de identificarlos.
- Introduce con cuidado, las tijeras por la abertura anterior de las conchas.
- Corta el músculo aductor posterior y abre las valvas. Separa el manto de la concha con
mucho cuidado y coloca el ejemplar sobre la cubeta para estudiar la concha y el animal por
separado.
Cuestiones
- Haz un dibujo de la concha por su cara externa indicando las partes que reconozcas. Si
existen invertebrados adheridos dibújalos igualmente.
- Haz otro dibujo de la cara interior de las valvas. En esta cara han quedado unas huellas. ¿A
qué corresponden esas marcas o impresiones?
B) Estudio anatómico del cuerpo
- Abre los dos lóbulos del manto y sujétalos con alfileres. Observa su coloración.
- A ambos lados de la masa visceral, se observan cuatro láminas (dos a cada lado) de color
pardo oscuro: son las branquias. Extiéndelas con cuidado.
- En el extremo anterior de la masa visceral se encuentra la boca con cuatro palpos labiales.
- Debajo de ella está situado el estómago, cruzado por los músculos del pie y, a continuación,
encontrarás el pie y los hilillos del biso.
- Siguiendo hacia la parte posterior verás una zona hinchada de la masa visceral (joroba de
polichinela), rodeada de las gónadas que tienen un color más oscuro que la joroba.
- Los riñones, de forma estriada, están situados a los lados de la masa visceral.
Cuestiones
- En el siguiente dibujo, pon nombre a las partes observadas.
C) Observación del epitelio vibrátil
- Corta un trozo de branquia y sitúala en un porta junto con una gota de agua. Coloca un
cubre y observa al microscopio.
Cuestiones
- ¿Cómo es el epitelio que tapiza los filamentos branquiales?
Está completamente cubierto de cilios que mueven el agua de forma continua para
conseguir una buena captación de oxígeno en las branquias.
D) Observación de los gametos
- Haz un corte en la zona de las gónadas y frota contra un porta. Coloca el cubre y observa
los gametos al microscopio.
Cuestiones
- Los mejillones son unisexuales, el que has diseccionado ¿Es macho o hembra? ¿Por qué lo
sabes?
Se pueden reconocer por la diferente coloración del manto: las hembras, de color rojizo y
los machos blanquecinos.
- ¿Has observado gametos? ¿Qué características tienen?
Los óvulos tiene aspecto piriforme, los espermatozoides son mucho menores y se mueven
continuamente.
Observaciones
- La práctica puede resultar un poco extensa para realizar en una sesión. Una posibilidad es
dividirla en dos: la primera para el estudio de la concha y de los órganos del cuerpo, y la
segunda para la observación del epitelio vibrátil y los gametos.

Práctico: fecundación y desarrollo embrionario en erizo de mar

Objetivos

- Estudiar el aparato reproductor de los erizos de mar y la morfología de los gametos.

- Provocar y analizar la fecundación in vitro del erizo de mar.

- Observar su desarrollo embrionario.

Agrupamiento y Material

Nivel : Bachillerato	Agrupamiento: 3 Alumnos por equipo
Material común: - Cristalizador con suspensión de embriones en agua de mar	Material por equipo: - Cubeta de disección - Erizos de mar - Tijeras y lanceta - Cuentagotas - 2 pocillos con agua de mar (especificando sexo) - 2 portas excavados y cubres - Microscopio

Fundamento

En los organismos acuáticos, como el erizo de mar, la fecundación externa es la más frecuente.

Para que se produzca, machos y hembras liberan al agua simultáneamente grandes cantidades

de óvulos y espermatozoides que son producidos en gónadas de gran tamaño. Estas

particularidades permiten poder observar fácilmente la fecundación de estos seres vivos en el

laboratorio.

Para observar las diferentes fases del desarrollo embrionario, un día antes de realizar la

práctica, se colocan juntos gametos de ambos sexos en un cristalizador con agua de mar, al

objeto de que éste se inicie con tiempo suficiente.

Método

A) Observación de gónadas y gametos.

- Corta los erizos por la zona ecuatorial, separa las dos mitades y observa las gónadas: si

son de color naranja fuerte, son hembras; si son de color amarillo, son machos. Fíjate en la

colocación de las gónadas en el interior del erizo.

- Extrae un trozo de ovario y tritúralo dentro del pocillo marcado con el símbolo femenino,

para liberar los óvulos.

- Deposita a continuación una gota de la suspensión de óvulos en un porta excavado. Coloca el

cubre y observa los gametos al microscopio.

- Repite el proceso con la gónada masculina y observa los gametos al microscopio.

- IMPORTANTE: no utilices los mismos utensilios (pocillos, cuentagotas, lanceta...)

para manipular las suspensiones de óvulos y espermatozoides.

B) Fecundación y observación de las primeras fases del desarrollo embrionario.

- Levanta con cuidado el cubre de la preparación de óvulos. Añade una gota de la suspensión

de espermatozoides y coloca de nuevo el cubre. Observa al microscopio.

- Con el cuentagotas toma una muestra de la suspensión de embriones y deposítala en un

porta excavado, coloca el cubre y observa al microscopio. Intenta localizar diferentes

fases del desarrollo embrionario.

Resultados

A) Observación de gónadas y gametos.

- ¿Cuántas gónadas observas y de qué sexo son? Indica su disposición y dibújalas.

Cinco gónadas situadas radialmente en la mitad superior de la “caja” del erizo. Si son de

color naranja intenso, hembras; si son amarillas, machos.

- ¿Qué diferencias aprecias entre los gametos en cuanto al tamaño, la forma, la movilidad y

el color?

Las ovocélulas son de gran tamaño (macrogametos), inmóviles y presentan una coloración

naranja pálido, mientras que los espermatozoides son muy pequeños (microgametos) y

extraordinariamente móviles gracias a su flagelo.

B) Fecundación y observación de las primeras fases del desarrollo embrionario.

- ¿Cómo se disponen los gametos masculinos y

femeninos al producirse la fecundación?

¿Observas algún cambio después de algunos

minutos? Dibújalos.

Los espermatozoides rodean completamente a

la ovocélula y después de algunos instantes

puede observarse la formación de una

membrana de fecundación alrededor de la

ovocélula.

- Dibuja las fases del desarrollo embrionario que hayas localizado.

Observaciones

- Es necesario que los alumnos ya conozcan el manejo del microscopio.

- Lo ideal es usar erizos frescos. Es mejor para la supervivencia de los gametos mantenerlos

hasta el momento de la práctica en nevera o al fresco.

- Hay que preparar la suspensión de embriones el día anterior de la siguiente manera: en un

cristalizador con agua de mar se coloca un trocito de gónada femenina y otro de gónada

masculina y se remueve bien. Retirar los restos de gónada masculina ya que un exceso de

espermatozoides puede corromper el agua.

- Tener especial cuidado en no mezclar el material de laboratorio (lancetas, cuentagotas,

pocillos, etc.) al trabajar con los dos tipos de gametos.

- Triturar bien las gónadas en los pocillos para obtener buenas suspensiones de gametos.

Práctico: estudio y disección de un erizo de mar

Objetivos

- Conocer la anatomía de un equinodermo.

- Introducir a las técnicas de disección.

Agrupamiento y Material

Nivel: Bachillerato	Agrupamiento: 3 Alumnos por equipo
Material por equipo: - Cubeta de disección - Erizos de mar - Tijeras y lanceta - Lupa binocular

Método

A) Organización externa del erizo de mar

- Orienta el erizo de forma que la parte más plana quede hacia abajo: este es el polo oral

donde se encuentra la boca. El opuesto en la parte superior, es el polo aboral donde está

el ano.

- A continuación quítale las púas al erizo y lávalo con agua para examinar el esqueleto. Fíjate

en la forma, disposición y características que presentan las placas.

- Observa de nuevo la cara aboral, alrededor del ano se encuentran cinco placas; una de ellas

es mayor que las demás y está perforada como una criba: es la placa madrepórica. Trata

de identificarla con ayuda de una lupa.

- Coloca ahora el erizo apoyado sobre el ano. Observa el polo oral fijándote en los dientes

con los que se inicia el aparato mandibular (están unidos a otras piezas esqueléticas

internas, formando en su conjunto la Linterna de Aristóteles).

Resultados

Contesta a las cuestiones siguientes:

- ¿En qué zona se insertan las púas?

La base de las espinas se inserta en protuberancias (mamelones) de las placas

ambulacrales e interambulacrales.

- ¿En qué zonas y cómo se encuentran distribuidos los pies ambulacrales?

En los pequeños orificios situados en los bordes de las placas que forman los sectores

ambulacrales.

- ¿Cuántos dientes aparecen en la boca?

Cinco dientes o mandíbulas.

B) Estudio de la anatomía interna

- Con ayuda de una tijera y con mucho cuidado para evitar roturas, abre el erizo por la zona

ecuatorial y separa las dos mitades. En la mitad que corresponde a la cara del ano verás un

tubito fino, oscuro, que parte de la placa madrepórica: es el canal hidróforo. Observarás

también cinco masas de aspecto esponjoso, anaranjadas: son las gónadas. El tubo más

grueso que termina en el ano es el canal intestinal. Si no se ha roto el canal intestinal,

sigue su curso en la mitad que corresponde a la boca y observa como se inserta en la

Linterna de Aristóteles.

Resultados

- Haz un dibujo y pon nombres a todas las partes observadas.

Contesta a las cuestiones siguientes:

- Fíjate ahora en la pared interna del caparazón de las dos caras. En cinco zonas aparecen

unas membranas de color marrón y aspecto húmedo. ¿Sabes cómo se llaman y qué misión

tienen?

Se llaman canales radiales, recorren los sectores ambulacrales y emiten, a derecha e

izquierda, unos tubos finos llamados pies ambulacrales.

- Procede ahora a vaciar el erizo para observar desde el interior las placas esqueléticas.

¿Qué forma tienen las placas?

Las placas tienen forma pentagonal.

- ¿En qué se diferencian las placas de las zonas ambulacrales de aquellas de las zonas

interambulacrales?

Las placas que forman los sectores ambulacrales presentan en su parte externa unos

pequeños orificios por donde salen los pies amubulacrales, las placas de los sectores

interambulacrales no los poseen.

Práctico: el desarrollo del renacuajo

Objetivos

- Observar las principales modificaciones que se producen durante la metamorfosis.

- Estudiar el efecto de la hormona tiroidea sobre el desarrollo.

Agrupamiento y Material

Nivel: C. BÁSICO. / Bachillerato Agrupamiento: 2 Alumnos por equipo

Material:

- 3 cristalizadores numerados

- Agua de charca y renacuajos

- 3 vasos de precipitados numerados

- Placas de Petri

- Pastillas de tiroxina

- Comida para los renacuajos (pollo, pienso

para perros, pan,etc.)

Fundamento

Las ranas presentan un desarrollo con metamorfosis que comprende la transformación de las

larvas en renacuajos y, posteriormente, en adultos, mediante un proceso que comporta los

siguientes cambios:

1 . Se pierden las mandíbulas córneas que tiene en su etapa juvenil.

2 . Las branquias externas se cierran y se reabsorben, al tiempo que se desarrollan los

pulmones.

3 . Se forman primero las patas traseras y después las delanteras.

4 . La cola se acorta y desaparece, mientras se pasa de la vida acuática a la vida anfibia.

Si mantenemos en un medio artificial unas condiciones similares a las que se dan en la

naturaleza, podemos hacer un seguimiento de este desarrollo y observar los cambios que se

producen durante la metamorfosis. Simultáneamente, si suministramos a los renacuajos

diferentes dosis de hormona tiroxina, podremos comprobar su influencia en el desarrollo.

Método

- Prepara 3 cristalizadores con agua de charca y unos renacuajos (puedes añadir algunas

plantas y unas piedrecitas).

- El cristalizador número 1 se usará como testigo para poder realizar el control de la

experiencia.

- Añade al cristalizador número 2 media pastilla de tiroxina y al cristalizador número 3 una

pastilla entera.

- Echa en los tres cristalizadores algo de comida para los renacuajos (trocitos de pan, de

pollo crudo, pienso para perros).

- Coloca los cristalizadores a temperatura ambiente.

Para garantizar la continuidad y el seguimiento de la experiencia debes renovar el medio cada

semana y aprovechar ese momento para realizar tus observaciones. Procede de la siguiente

manera:

- Con la ayuda del vaso de precipitados correspondiente, captura los renacuajos de cada

cristalizador.

- Renueva el agua de los 3 cristalizadores con agua de charca fresca. Añade al cristalizador

número 2 la media pastilla de tiroxina y al número 3 la pastilla entera.

- Antes de devolver a los renacuajos de cada grupo del vaso de precipitados al cristalizador

que le corresponde, colócalos (uno de cada vez) en una placa de Petri con un poco de agua;

así podrás medirlos y realizar las observaciones cómodamente.

Resultados

- Apunta en la siguiente tabla el seguimiento de la experiencia anotando las observaciones

que realices, los momentos más importantes, los acontecimientos más relevantes…

acompañando con dibujos.

Se indican a continuación algunas de las observaciones que se pueden realizar en la tabla:

cambios de longitud, desaparición de las branquias externas, aparición de las patas

traseras, aparición de la pata delantera izquierda, aparición de la pata delantera derecha,

reabsorción de la cola, comienzo de la respiración aérea, cambios en la forma y en el

aspecto de la cabeza y del cuerpo, …

- A la vista de los resultados obtenidos, ¿cuáles son las conclusiones que se pueden extraer?

La metamorfosis en los cristalizadores nº 2 y nº 3 se va a producir con mayor rapidez que

en el nº1 que es el control, y dará ranas en miniatura (el crecimiento es más rápido a

mayor cantidad de tiroxina suministrada). Se demuestra de esta manera que la hormona

tiroxina estimula el metabolismo celular; al incrementar la síntesis proteica acelera el

crecimiento y el desarrollo de los renacuajos.

Observaciones

- El estudio completo puede durar unos tres meses dependiendo de la especie utilizada, por

lo que la valoración del efecto de la hormona debe hacerse en relación al control que se

ponga.

- Se puede realizar la experiencia para toda la clase o bien formar equipos que hagan el

seguimiento de cada cristalizador.

- Los renacuajos podrán encontrarse desde finales de invierno o principios de primavera en

fuentes, abrevaderos, lavaderos, bordes de estanques o de charcas, etc. Es conveniente

recoger del mismo lugar plantas acuáticas y piedrecitas. Es suficiente con 4, 5 o 6

renacuajos por cristalizador.

- Las pastillas de tiroxina se venden en farmacia (Dexnon).

- Hay que tener en cuenta que un exceso de tiroxina mata a los renacuajos. Tampoco es

conveniente poner comida en exceso.

- Se recomienda que los profesores responsables de la experiencia vigilen el estado del agua

antes de que se cumpla la semana indicada en el método y si se considera necesario

renovarla. También conviene retirar los trocitos de comida antes de que se descompongan

y corrompan el agua.

- Hay que tener previsto en cada cristalizador algún mecanismo (unas piedras grandes, por

ejemplo) que garantice que cuando los renacuajos comiencen la respiración aérea puedan

salir a respirar.

- Si se logran y llegan al término del desarrollo, las ranas se dejarán en libertad en el lugar

de origen.

Metamorfosis del renacuajo

Práctico: observación de anteras y germinación de grano de polen

Objetivo

- Estudiar el androceo mediante la observación de anteras y la germinación del grano de

polen.

Agrupamiento y Material

Nivel: C.BÁSICO / Bachillerato.	Agrupamiento: 3 Alumnos por equipo
Material común: - Vaso de precipitados con las anteras en alcohol - Matraces con las disoluciones de sacarosa ( 5%, 10% y 15%)	Material por equipo: - Cuentagotas - Portas y cubres - Microscopio - Pincel - Flor de camelia - Gradilla con 3 tubos numerados - 3 pipetas

Fundamento

Las gramíneas son unas plantas adecuadas para la observación de anteras por su tamaño y

porque se ven fácilmente los granos de polen en su interior.

En el estigma de los carpelos se produce una sustancia pegajosa muy rica en azúcares que

facilita la adherencia de los granos de polen y que favorece su germinación. Los granos de

polen, tras posarse sobre el estigma, absorben los líquidos azucarados que segregan las papilas

del estigma, se hinchan, rompen su cubierta externa e inician la formación del tubo polínico.

Formando parte de esta sustancia azucarada se encuentra también la sacarosa, un azúcar

óptimo, por lo tanto, para la germinación in vitro de los granos de polen. Comprobaremos que la

germinación y el crecimiento de los tubos polínicos son mucho más rápidos cuanto mayor es la

concentración de sacarosa.

Método

A) Observación de anteras

- Toma, con el cuentagotas, algunas anteras del vaso de precipitados.

- Sitúalas en un porta.

- Coloca un cubre y obsérvalas al microscopio.

B) Germinación de granos de polen

- Coloca con la pipeta 2 ml de disolución de sacarosa al 5 % en el tubo nº 1, 2 ml de

disolución de sacarosa al 10 % en el tubo nº 2 y 2 ml de disolución de sacarosa al 15 % en

el tubo nº 3.

- Toma con el pincel una pequeña cantidad de polen de una flor de camelia e introdúcelo en

los tubos que contienen las diferentes disoluciones de sacarosa.

- Al final de la clase toma con el cuentagotas una pequeña cantidad de cada tubo y colócala

en un porta con un cubre.

- Obsérvala al microscopio. Puedes repetir la observación a las 24 horas.

Resultados

A) Observación de anteras

- ¿Qué forma tienen las anteras? ¿Qué aspecto tienen las células que están en su interior?

Haz un dibujo de las anteras vistas al microscopio e identifica las estructuras.

Las anteras de las gramíneas presentan dos tecas (grupos de sacos polínicos) alargadas

que cuando maduran se separan ligeramente en sus extremos con lo que adquieren una

figura en “equis” característica.

En el interior de los sacos polínicos de las anteras maduras, entre filas de células con

paredes más o menos engrosadas, se pueden observar unas células redonditas que son los

granos de polen. Si las paredes de las anteras se han desgarrado en el momento de la

preparación se pueden ver numerosos granos de polen rodeando a la antera abierta que

los ha desprendido.

B) Germinación de granos de polen

- Haz un dibujo de los granos de polen y de la germinación de los mismos identificando las

estructuras observadas.

Los granos de polen se observan como células esféricas con un tono amarillo más o menos

pálido. Cuando se va a producir la germinación, los granos de polen pierden su forma

esférica y adoptan otra casi triangular, siendo, en este momento, perfectamente visibles

3 aperturas o puntos germinativos, uno de ellos se aboveda y comienza a desarrollar el

tubo polínico (germinación).

- ¿Por qué germina el polen en presencia de sacarosa? ¿Tiene esto algo que ver con lo que

ocurre en la naturaleza?

Cuando los granos de polen absorben la disolución de sacarosa, se hinchan, rompen su

cubierta externa e inician la formación del tubo polínico.

La sacarosa forma parte de los líquidos azucarados y pegajosos que segregan las papilas

del estigma para facilitar la adherencia de los granos de polen y favorecer su

germinación.

- ¿Qué diferencias observas en la germinación de los granos de polen de las distintas

disoluciones de sacarosa?

La germinación y el crecimiento de los tubos polínicos son mucho más rápidos cuanto

mayor es la concentración de sacarosa.

Observaciones

- Para conseguir las anteras basta con sacudir la gramínea (Dactylis glomerata) sobre un

vaso de precipitados que contenga alcohol.

- Además de camelia, también se pueden usar flores de tulipán o de jacinto. En cualquier

caso es conveniente que no estén muy maduras.

- Es probable que aunque se espere al final para observar la germinación, ésta no haya

empezado ni siquiera en el tubo de disolución de sacarosa al 15 %. Si no es posible repetir

la observación en las horas siguientes o al día siguiente, se recomienda que los profesores

hagan antes (en las horas anteriores o el día anterior) la suspensión de los granos de polen

en las diferentes disoluciones de sacarosa. De esta manera, los alumnos podrán ver

igualmente la germinación.

Práctico: factores que condicionan la fotosíntesis

Objetivo

- Identificación y valoración de dos factores que afectan al proceso de fotosíntesis vegetal.

Agrupamiento y Material

Nivel: C.BÁSICO / Bachillerato	Agrupamiento: 2 Alumnos por equipo
Material común: - Baño María por banco (para dos equipos) - Alcohol metílico (20 ml por equipo) - Lugol	Material por equipo: - Hoja de geranio (Geranium sp. ) - Hoja variegada (Vinca sp. ) - Vaso de precipitados mediano (100 ml) - Pinza metálica - Placa de Petri

Fundamento

El lugol es un colorante que tiñe específicamente el almidón, así que puede utilizarse para

revelar la actividad fotosintética. Las áreas fotosintéticas habrán almacenado almidón y se

teñirán de color azul con el lugol, mientras que las áreas sin actividad fotosintética no se

teñirán. Para realizar la “prueba del lugol” en hojas son necesarios dos tratamientos previos:

reblandecimiento con agua hirviendo (para facilitar la penetración del colorante) y

decoloración con alcohol (para visualizar las zonas teñidas).

Los dos factores a identificar son la presencia de pigmentos fotosintéticos (clorofila) y la

incidencia de la luz solar, ambos imprescindibles para que se produzca la función clorofílica.

La influencia de los pigmentos fotosintéticos se puede comprobar realizando la “prueba de

lugol” en hojas variegadas; las zonas no pigmentadas no realizan la fotosíntesis y no

evidenciarán almidón, mientras que las áreas pigmentadas sí lo harán, por ser fotosintéticas.

La influencia de la luz se demuestra utilizando geranios cuyas hojas se hayan mantenido

parcialmente tapadas con papel de aluminio durante los dos o tres días previos a la prueba.

Método

- Con un trozo de papel de aluminio y un clip, tapa parcialmente una hoja de una planta viva

de geranio, de forma que no incida la luz en esa zona durante dos o tres días.

- Dibuja la silueta de la hoja de geranio con el papel de aluminio en el recuadro A1. Dibuja la

silueta de la hoja variegada en el recuadro B1 y sombrea la zona blanca de la hoja.

- Retira el aluminio y sumerge las dos hojas en el agua hirviendo durante unos 5 minutos.

- Coloca aproximadamente 20 ml de alcohol en el vaso de precipitados.

- Con ayuda de las pinzas, saca las hojas del agua, pásalas al alcohol y coloca el vaso al baño

María hasta que se decoloren (entre 10 y 15 minutos).

- Retira las hojas del alcohol, pásalas por agua fría y sumérgelas en el lugol de la placa de

Petri durante unos minutos.

- Dibuja en el recuadro A2 la silueta del geranio y en el B2 la silueta de la hoja variegada.

Sombrea en ambos casos las zonas teñidas por el lugol.

Resultados

Responde a las cuestiones:

- ¿Por qué la tinción con lugol permite revelar las zonas donde se ha producido fotosíntesis?

Porque el producto final de la fotosíntesis es el polisacárido almidón, que se acumula en las

células fotosintéticas y el lugol lo tiñe específicamente de color azul intenso.

- Observa lo ocurrido con la hoja de geranio y explica el resultado ¿Qué factor es el que ha

condicionado la fotosíntesis y cómo lo ha hecho?

El lugol ha teñido el área que no ha sido privada de luz solar, por lo que podemos asegurar

que sólo aquí hay almidón producido por fotosíntesis, en el resto de la hoja no ha habido

función fotosintética. El factor condicionante ha sido la luz solar.

- Observa lo ocurrido con la hoja variegada y explica el resultado ¿Qué factor es el que ha

condicionado la fotosíntesis en este caso y cómo lo ha hecho?

En esta hoja sólo se detecta fotosíntesis en el área pigmentada de la hoja, lo que significa

que la presencia de pigmentos es otro factor imprescindible.

Observaciones

- En otoño e invierno se obtienen peores resultados que en primavera.

- Los resultados mejoran si las hojas de geranio se retiran de la planta al atardecer, cuando

la tasa fotosintética es máxima.

- La especie variegada que se utilice ha de tener hojas poco coriáceas, para que el

tratamiento con agua hirviendo sea más eficaz y se logre mejor penetración del lugol.

Especies como la hiedra y el acebo requieren más de 30 minutos de tratamiento en agua

hirviendo. Los resultados son mejores con Vinca sp.